1987. Licenciatura en Ciencias Biológicas. Universidad Complutense de Madrid (España). Especialidad: Biología Fundamental.
1992. Doctorado en Ciencias Biológicas en la Especialidad de Inmunología. Universidad Complutense de Madrid (España).
1993-1994. Post-doctorado en el Departamento de Patología de Washington University School of Medicine (St. Louis, MO), bajo la dirección del Dr. Matthew L. Thomas. Financiado por la Fundación Howard Hughes Medical Institute.
1994-1996. Post-doctorado en el Centro de Investigación de Sanidad Animal (Madrid, España). Contratada por el Instituto Nacional de Tecnología Agraria y Alimentaria como Titulado de Grado superior (duración determinada).
2006. Estancia en el Hospital General Universitario “Gregorio Marañón”, Departamento de Inmuno-Oncología (Madrid, España). Financiada por el Ministerio de Educación y Ciencia dentro del Programa para la Movilidad de Profesores de Universidad Españoles y Extranjeros.
2008-2009. Estancia como investigadora en el Centro de Investigaciones Biológicas, Laboratorio de Células Mieloides (Madrid, España). Consejo Superior de Investigaciones Científicas (CSIC).
Artículos en revistas indexadas: 51.
Artículos en revistas no indexadas con arbitraje: 6.
Artículos de divulgación científicos: 4.
Capítulos de libros: 1.
Citas a sus publicaciones (sin incluir auto-citas): 1900.
Resúmenes en congresos: 90.
Tesis de doctorado dirigidas: 16.
Tesis de maestría dirigidas: 24.
Tesis en proceso: 4.
Cursos de postgrado impartidos (1998-2021): 52.
En nuestro grupo de investigación estamos interesados en la evaluación de distintos aspectos de la biología de los macrófagos. Estas son células pertenecientes al sistema mononuclear fagocítico y están involucradas en procesos tanto de inmunidad innata como adquirida. Existe una cierta especialización en las funciones de estas células, basada parcialmente en la existencia de subpoblaciones de las mismas. En nuestro laboratorio estamos enfocados en dilucidar la función de algunas de estas subpoblaciones celulares humanas en distintos sistemas experimentales. Para ello, estudiamos la diferenciación de los macrófagos humanos derivados de monocitos en condiciones homeostáticas e inflamatorias, generando los macrófagos denominados M2 y M1, respectivamente. Hemos realizado ensayos de microarreglos de expresión con estas poblaciones de macrófagos y hemos descrito algunos genes cuya expresión diferencial en los macrófagos M1 y M2 podría estar asociada a una función particular en los mismos. Dentro de estos genes, nuestro interés se ha centrado en el estudio de algunos receptores de membrana que puedan identificar los macrófagos M1 y M2 in vivo, así como factores de transcripción que estén involucrados en su función.
De acuerdo a estos antecedentes, las principales líneas de investigación del laboratorio se resumen en las siguientes:
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Caracterización de subpoblaciones de macrófagos pro- y anti-inflamatorios derivados de monocitos humanos.
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Expresión diferencial de genes entre estas subpoblaciones de macrófagos humanos.
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Macrófagos y enfermedades inflamatorias: Evaluación de los marcadores proteicos CD163L1, asociado con el fenotipo M2, y CLEC5A, asociado con el fenotipo M1, en muestras de cáncer (melanoma maligno), enfermedad inflamatoria intestinal (enfermedad de Crohn, colitis ulcerativa), y de tejido adiposo de individuos delgados y obesos.
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Estudio de nuevas moléculas relacionadas la función pro- y anti-inflamatoria de los macrófagos humanos. Evaluación de los factores de transcripción receptor de aril hidrocarburos (AhR) y de los receptores nucleares NR4A1 (Nur77) y NR4A2 (Nurr1).
Figura 1. Morfología de los macrófagos derivados de monocitos humanos en presencia de la citocina factor estimulante de colonias de granulocitos/macrófagos (GM-CSF, pro-inflamatorios) o de la citocina factor estimulante de colonias de macrófagos (M-CSF, anti-inflamatorios). Los primeros se denominan M1 y los segundos M2.
Figura 2. Genes expresados diferencialmente en los macrófagos M1 y M2 identificados mediante ensayos de microarreglos de expresión. (A) Esquema general de los ensayos de microarreglos, donde se describieron 1,127 genes sobre-expresados en los macrófagos M1 y 762 sobre-expresados en los macrófagos M2. (B) Evaluación de la expresión de algunos genes identificados en (A) mediante RT-PCR.
Figura 3. Expresión de los marcadores CD163L1 (L1) y CLEC5A (5A) en muestras de tejidos humanos. (A) Localización de los macrófagos L1+ y 5A+ en muestras de ganglio linfático mediante microscopía Confocal, donde se identifican dos poblaciones de macrófagos, una que expresa L1 (teñida en rojo) y otra que expresa 5A (teñida en verde). (B) Asociación de los macrófagos L1+ y 5A+ con un fenotipo anti-inflamatorio y pro-inflamatorio, respectivamente, mediante el análisis de la expresión de las citocinas factor de necrosis tumoral (TNF) e interleucina (IL)-10 en muestras de ganglios linfáticos. Los macrófagos L1+ expresan preferentemente la citocina anti-inflamatoria IL-10, mientras que los macrófagos 5A+ expresan preferentemente la citocina inflamatoria TNF. (C) Análisis de los porcentajes de macrófagos L1+5A- (rojo) y L1-5A+ (azul) en ganglios linfáticos, colon e hígado de individuos sanos. Se muestran también los porcentajes de macrófagos que no expresan estas moléculas (L1-5A-, blanco) y los que expresan ambos receptores (L1+5A+, verde). En (B) y (C) los puntos en las gráficas indican células individuales, y muestran la expresión de L1, 5A, TNF o IL-10 en las mismas. Estos resultados, en conjunto con otros obtenidos en el laboratorio, indican que los macrófagos L1+ constituyen la mayoría de los macrófagos residentes en los tejidos, y están diseñados para mantener las condiciones homeostáticas de los mismos. Por el contrario, los macrófagos 5A+ tienen un carácter inflamatorio y apenas se detectan en los tejidos sanos.
Figura 4. Expresión de los marcadores CD163L1 y CLEC5A en muestras de melanomas primarios y metastáticos. (A) Porcentaje de macrófagos que expresan CD163L1 (L1, rojo), CLEC5A (5A, azul) o ambas moléculas (verde) en tumores primarios y metastáticos (ganglionares) de melanomas malignos humanos, evaluados mediante la tinción con un anticuerpo anti-CD163L1 (rojo) y un anticuerpo anti-CLEC5A (verde) mediante microscopía Confocal. Las imágenes muestran una mayor infiltración de macrófagos L1+ en el tumor. (B) Densidad de las subpoblaciones de macrófagos L1+ y 5A+ en muestras de melanoma primario y metastático (metástasis ganglionares), expresada en número de células/mm2. Los porcentajes indican que los macrófagos L1+ se encontraron en el 100% de las muestras, mientras que sólo en el 53-64% de las mismas se detectaron macrófagos 5A+. En las gráficas también se indica la densidad de macrófagos totales en los tumores, evaluados con los marcadores CD68 y CD163. (C) La sobrevida de los pacientes con melanoma correlaciona negativamente con la densidad de macrófagos L1+ intratumorales, y no se asocia con la densidad de los macrófagos 5A+.
Figura 5. Actividad del factor de transcripción receptor de aril hidrocarburos (AhR) en macrófagos M1 y M2. (A) Esquema de la estructura y modo de acción de AhR. AhR tiene un dominio de unión a DNA en su extremo N-terminal (bHLH) que contiene un sitio de localización nuclear (NLS) y un sitio de exportación nuclear (NES), unos dominios de dimerización y de unión a ligando (PAS-A, PAS-B), y un dominio de transactivación (TAD). AhR reside en el citoplasma celular, y tras su interacción con un ligando se transloca al núcleo y forma un dímero con la molécula ARNT. El complejo AhR/ARNT activa la transcripción de distintos genes a través de los elementos de respuesta XRE. El represor AhRR desplaza a AhR y forma un complejo con ARNT, impidiendo la actividad transcripcional de AhR. AhR se exporta entonces al citoplasma, donde es degradado por el proteasoma. Los ligandos de AhR son muy variados e incluyen xenobióticos como el 2,3,7,8-tetraclorodibenzo-p-dioxina (TCDD). Tomado de Lindsey y Papoutsakis (Stem Cell Rev. Rep. 8, 1223-1235, 2012) y Choudhary y Malek (Int. J. Mol. Sci. 21, 6777, 2020). (B) Expresión del mRNA de AhR y AhRR en macrófagos M1 y M2, determinada por RT-PCR. (C) Expresión de AhR en macrófagos M1 y M2 en condiciones basales (0), y tras la estimulación de AhR con el ligando TCDD a las concentraciones de 0.1 y 10 nM, evaluada por Western blot. Esta figura muestra la degradación de AhR tras su activación con el ligando TCDD, de manera dependiente de la dosiss. (D y E) Efecto de la activación de AhR con TCDD sobre la diferenciación de los macrófagos M1 y M2. (D) Esquema general del experimento. (E) Efecto de TCDD sobre la expresión de citocinas pro- (TNF, IL-6) y anti-inflamatorias (IL-10) en macrófagos diferenciados en presencia de TCDD o vehículo (DMSO). Los resultados demuestran que la activación de AhR genera macrófagos M1 con un perfil inflamatorio menos acentuado, debido a la disminución en la expresión de IL-6.
Figura 6. Actividad del receptor nuclear Nur77 en macrófagos M1 y M2. (A) Estructura de Nur77. El receptor está formado por dos dominios de transactivación situados en los extremos N- y C-terminal (AF-1 y AF-2), un dominio de unión a DNA (DBD) y un dominio de unión a ligando (LBD). Distintos estímulos como factores de crecimientos y estímulos inflamatorios inducen la transcripción de Nur77, que puede actuar como monómero o heterodímero formando complejos con otros factores de transcripción de su misma familia (NR4A) o de otras familias (RXR). En estas distintas formas une diferentes elementos en el DNA (NBRE, NurRE, DR5). También forma complejos con factores de transcripción como NF-kB o Sp1, modulando su actividad. Tomado de Wu y Chen (Mol. Med. Rep. 18, 4793-4801, 2018) y Banno et al. (Am. J. Pathol. 189, 482-491, 2019). (B) Producción de citocinas en los macrófagos M1 o M2 estimulados con un agonista de Nur77, cytosporone B (CsnB). Los resultados indican que la activación de Nur77 afecta principalmente la producción de citocinas en los macrófagos M1, disminuyendo su carácter inflamatorio debido al decremento en la expresión de citocinas inflamatorias como TNF, IL-1ß, IL-6 e IL-8.